麝香百合热激转录因子基因LlHsfA1的克隆与表达分析.doc

《麝香百合热激转录因子基因LlHsfA1的克隆与表达分析.doc》由会员分享，可在线阅读，更多相关《麝香百合热激转录因子基因LlHsfA1的克隆与表达分析.doc（9页珍藏版）》请在三一办公上搜索。

1、园 艺 学 报 2014，41（7）：14001408 http: / www. ahs. ac. cn Acta Horticulturae Sinica E-mail: yuanyixuebao 收稿日期：20140106；修回日期：20140508 基金项目：农业部公益性行业（农业）科研专项（200903020）；农业部948引进项目（2011-G17） * 通信作者 Author for correspondence（E-mail：ymfang） 麝香百合热激转录因子基因LlHsfA1的克隆与表达分析 宫本贺1，易 瑾1,2，隋娟娟1,3，吴 健1，吴 泽1，程运河1，吴晨雨1，刘 晨

2、1，义鸣放1,* （1中国农业大学观赏园艺与园林系，北京 100193；2北京师范大学附属中学平谷第一分校，北京 101204；3阜阳师范学院生命科学学院，安徽阜阳 236037） 摘 要：利用RACE的方法从麝香百合白天堂叶片中克隆出热激转录因子（Heat shock transcription factor，Hsf）A1家族中一个成员的cDNA 全长序列。该基因编码序列长为1 587 bp，编码528个氨基酸，蛋白质分子量为59.056 kD。序列和进化树分析表明，该基因具有A1类Hsf的5个关键功能域和调控基序，与水稻的OsHsfA1a氨基酸序列同源性最高，说明该基因为HsfA1家族的新

3、成员，将其命名为LlHsfA1。利用荧光定量PCR的方法分析LlHsfA1表达模式，结果表明常温下其可在根、鳞茎和叶片中表达，说明该基因为组成型表达；42 热激处理1 12 h，该基因的表达量在叶片中呈现“上升下降”交替变化的趋势。亚细胞定位表明，LlHsfA1定位在细胞核和细胞质中。 关键词：麝香百合；热激转录因子；基因表达；亚细胞定位 中图分类号：S 682.2 文献标志码：A 文章编号：0513-353X（2014）07-1400-09 Cloning and Expression Analysis of LlHsfA1 from Lilium longiforum GONG Ben-h

4、e1，YI Jin1,2，SUI Juan-juan1,3，WU Jian1，WU Ze1，CHENG Yun-he1，WU Chen-yu1，LIU Chen1，and YI Ming-fang1,* （1Department of Ornamental Horticulture and Landscape Architecture，China Agricultural University，Beijing 100193，China；2The High School Affiliated to Beijing Normal University，Pinggu First Branch，Bei

5、jing 101204，China；3College of Biology，Fuyang Normal College，Fuyang，Anhui 236037，China） Abstract：A novel member of class A1 heat shock transcription factors（Hsfs）in full length with 1 587 bp coding sequence encoding a protein of 528 amino acid residues with a molecular weight of 59.056 kD was isolate

6、d from the leaves of Lilium longiforumWhite Heavenvia RACE method. Deduced amino acid sequence analysis and phylogenic tree showed the gene named LlHsfA1 that had five critical domains and motifs，belonging to HsfA1 family and most closed to OsHsfA1a，was obviously different from each HsfA1 from other

7、 species. Moreover，it was constitutively expressed in roots，bulbs and leaves by qRT-PCR analysis under normal conditions. After 42 heat shock，LlHsfA1 expression level showed an alternate trend ofrising and falling，remarkably up-regulated by heat. The LlHsfA1-GFP fusion proteins 7期 宫本贺等：麝香百合热激转录因子基因L

8、lHsfA1的克隆与表达分析 1401 were observed to be located in the nucleus and cytoplasm. Key words：Lilium longiforum；heat shock transcription factor；gene expression；subcellular location 百合（Lilium）品种繁多，喜冷凉湿润气候，但耐热性较差。夏季的高温常导致百合植株瘦弱、败育、病虫害严重等，不仅影响切花品质，而且引起种球退化（易瑾 等，2012）。 植物在高温条件下，热激相关基因的表达量提高，其中的热激转录因子（heat sho

9、ck transcription factor，Hsf）在热信号转导网络中起着主要的调节作用，它可以诱导热激蛋白（heat shock protein，Hsp）和其他热激相关基因的表达。热激蛋白的积累是热激反应的主要特征，它可以作为分子伴侣协助其它相关蛋白重新折叠、积累、分配和降解，使得细胞免受热激的伤害（Al-Whaibi，2011）。根据Hsf寡聚域（HR-A/B）结构的不同可将其分为3类：HsfA、HsfB和HsfC（Nover et al.，2001；Baniwal et al.，2004）。目前功能较为明确的是A类Hsf，其C末端具有激活域（AHA），所以具备转录功能，可诱导下游的热

10、激蛋白、其它热激转录因子和热激诱导相关的代谢酶类的表达（Busch et al.，2005；Scharf et al.，2012），而B类和C类缺少激活域而无转录激活活性。植物的Hsfs成员众多（von Koskull-Dring et al.，2007）。已有的研究表明拟南芥中存在21个Hsf，番茄含有27个，目前发现最多的是大豆，至少存在52个成员（Scharf et al.，2012）。其中番茄的HsfA1为组成型表达，在热激反应过程中起主要的调控作用（Mishra et al.，2002）。利用拟南芥knockout突变体也证明了AtHsfA1在热激条件下是主要的正调控因子（Liu e

11、t al.，2011；Yoshida et al.，2011）。另外在持续热激或热激恢复交替循环的条件下，且在HsfA1的诱导和配合下，HsfA2可成为主要的调节因子（Scharf et al.，1998；Chan-Schaminet et al.，2009；Li et al.，2010）。过表达HsfA1植株的耐热性提高（Mishra et al.，2002；Zhu et al.，2006）。 目前对百合热激转录因子的研究尚处于初始阶段，主要集中在LlHsfA2和A1类Hsf成员之一的LlHSF1上（Xin et al.，2010；易瑾 等，2012）。由于百合的基因组庞大，预计其Hsf成员

12、众多，其Hsf参与的热激信号转导途径也十分复杂，百合体内还存在很多尚未被研究的Hsf，所以本研究将重点集中在百合A1类Hsf的另一个成员LlHsfA1上，通过分析其表达模式，研究它与百合耐热性的关系，扩大了百合Hsf的研究范围，为进一步完善百合Hsf参与的热信号转导网络和通过分子手段培育耐热性强的百合新品种奠定基础。 1 材料与方法 1.1 试验材料 试验材料为中国农业大学观赏植物栽培生理与生物技术实验室保存的麝香百合（Lilium longiforum）品种白天堂（White Heaven）组培苗。培养条件为22 ，光照时间为16 h d-1。亚细胞定位使用的材料为紫皮洋葱。试验时间为201

13、2年9月至2013年9月。 克隆载体pMD18-T和反转录酶M-MLV购自TaKaRa公司，大肠杆菌DH5菌株购自全式金公司，DNA纯化回收试剂盒和质粒提取试剂盒购自百泰克公司，荧光定量试剂盒SYBR FAST qPCR Universal Kit购自KAPA公司（美国），引物由生工公司合成，基因测序由北京六合华大公司完成。 1.2 RNA提取与反转录 将继代培养40 d左右的百合组培苗进行42 ，3 h的热激处理，然后取0.1 g叶片用液氮速冻后保存于70 ，作为提取RNA的材料。RNA的提取根据天根公司多糖多酚植物总RNA提取试1402 园 艺 学 报 41卷 剂盒说明书进行。用NanoD

14、rop 2000 Spectrophotometer（Thermo，USA）检测吸光值（A260/A230和A260/A280），用1%琼脂糖凝胶电泳检测RNA的完整性。 反转录根据TaKaRa公司的M-MLV Reverse Transcriptase说明书进行，所用反转录接头引物为AP（表1）。 表1 PCR所使用的引物 Table 1 Primers used in PCR 引物Primer 序列 Sequence PF1 TGGGARTTYGCVAAYGARGGHTT PR1 GAATGAMATCATYTGYTKCTGHCGT GSP1 TCCCAAAATGCACCCAACCA GSP

15、2 GAGCTACAGAACTTAGTCCAACGA GSP3 TTCACGATGTTGCGGTTGGTT GSP4 TGGTTGGGTGCATTTTGGGA GSP5 ATGGAAGACGCCGTTGTCGGG GSP6 TCACATTCTCCTCTCCGATGTAAGCAG Hind _for. CCCAAGCTTATGGAAGACGCCGTTGT Pst_rev. AACTGCAGCATTCTCCTCTCCGATGTAA AP GCTGTCAACGATACGCTACGTAACGGCATGACAGTGT(18) AP1 GCTGTCAACGATACGCTACGTAACG AP2 CGCTA

16、CGTAACGGCATGACAGTG 5RACE outer primer CGCGGATCCACAGCCTACTGATGATCAGTCGATG 5RACE inner primer CATGGCTACATGCTGACAGCCTA qF1 ATGGGAAGTGTCTATGTGGGG qR1 CATTGATACTTGGCAGTTGTTGG 18S-qF2 AGTTGGTGGAGCGATTTGTCT 18S-qR2 CCTGTTATTGCCTCAAACTTCC 1.3 基因全长的克隆 基因保守片段的克隆：将GenBank中其他植物HsfA1基因用DNAMAN进行序列比对，根据其保守片段设计一对兼并

17、引物PF1和PR1，以反转的cDNA第1链为模板进行目的基因保守片段的克隆。反应程序为：94 5 min；94 30 s，45 30 s，72 30 s，5个循环；94 30 s，51 30 s，72 30 s，30个循环；72 10 min。 基因3端序列的克隆：以反转录产物为模板，根据已经克隆的目的基因保守片段设计两条正向特异引物GSP1和GSP2，与两条反向的3接头特异引物AP1和AP2进行巢式PCR扩增。第1轮PCR扩增以GSP1和AP1为外轮引物，PCR反应程序为：94 5 min；94 30 s，56 30 s，72 1 min 30 s，33个循环；72 10 min。取第1轮产

18、物1 L作为第2轮的模板，第2轮引物为GSP2和AP2，PCR反应程序为：94 5 min；94 30 s，58 30 s，72 1 min 30 s，33个循环；72 10 min。 基因5端序列的克隆：根据TaKaRa公司5-Full RACE kit说明书进行，以Random 9 mers为引物进行反转录。根据目的基因的保守片段设计两条反向特异引物GSP3和GSP4，与试剂盒自带的两条5端接头引物进行巢式PCR扩增。第1轮扩增以GSP3和5RACE Outer primer为引物进行外轮PCR反应，反应条件为：94 5 min；94 30 s，52 30 s，72 50 s，20个循环；

19、72 10 min。然后取第1轮产物1 L作为第2轮的模板，第2轮以GSP4和5RACE Inner primer为引物进行PCR反应，反应条件为：94 5 min；94 30 s，55 30 s，72 50 s，33个循环；72 10 min。 基因编码序列的校正：用DNAMAN软件对已经获得的目的基因5片段、中间片段和3片段进行序列拼接，并在NCBI网站上预测其开放阅读框（ORF），根据ORF两端序列设计扩增编码区的7期 宫本贺等：麝香百合热激转录因子基因LlHsfA1的克隆与表达分析 1403 上下游特异引物GPS5和GPS6。以cDNA反转的第1链为模板，以GPS5和GPS6为引物用扩

20、增保守性较高的PrimeSTAR HS DNA Polymerase（TaKaRa）进行目的基因CDS序列的扩增。反应程序为：98 5 min；98 10 s，60 15 s，72 1 min 40 s，33个循环；72 10 min。 PCR扩增产物纯化回收后连接到克隆载体pMD18-T上，并转化至大肠杆菌DH5中，提取质粒后由北京六合华大公司进行测序。 1.4 蛋白序列与进化树分析 根据目的基因编码区全长序列，用Primer Premier 5软件对其编码的氨基酸序列进行翻译，然后用在线工具ProtParam预测该蛋白的分子量和等电点，用InterPro分析蛋白的结构特征。用NCBI的BL

21、AST工具对该蛋白的序列进行比对分析，从结果中选出同源性较高的其他植物的HsfA1氨基酸序列，用DNAMAN5.0软件进行多重比对，然后用MEGA5.0软件对这些植物的HsfA1进行系统进化树分析。 1.5 LlHsfA1的表达分析 选择继代培养40 d左右生长良好且外观较为一致的百合组培苗作为基因表达分析的材料。 目的基因在不同组织中的表达：分别取常温（22 ）下百合组培苗的根、鳞茎和叶片各0.1 g提取RNA。 目的基因在不同热激处理时间下的表达：用42 热激百合的组培苗，在处理1、2、3、6、9和12 h分别取叶片0.1 g提取RNA，同时以常温（22 ）为对照。 采用荧光定量PCR的方

22、法研究目的基因的表达。根据已获得的基因全长序列设计一对特异引物qF1和qR1，片段大小为130 bp。以18S基因作为内参（易瑾 等，2012），参照KAPA SYBR FAST qPCR Universal Kit荧光定量试剂盒说明书，用Applied Biosystems Step One system荧光定量PCR仪，对目的基因的表达进行检测。采用2-CT方法（Schmittgen & Livak，2008）分析基因的相对表达量。每个样品进行3次生物学重复。 荧光定量PCR扩增条件为：95 3 min；95 3 s，56 30 s，72 20 s，40个循环。用Excel软件对数据进行分

23、析。 1.6 LlHsfA1的亚细胞定位 根据LlHsfA1的序列设计带有酶切位点的引物Hind_for.和Pst_rev.，对其编码序列进行扩增，然后将扩增产物插入pCAMBIA1300-GFP载体的Hind/Pst酶切位点之间，获得pCAMBIA1300- LlHsfA1-GFP重组表达载体。利用基因枪轰击法对洋葱表皮进行轰击（徐淑平和卫志明，1998），28 孵育24 h后用共聚焦显微镜（Nikon Eclipse TE2000-E）进行观察和拍照，并用EZ-C1 software软件对照片进行分析和处理。 2 结果与分析 2.1 百合LlHsfA1 cDNA全长序列的克隆 从42 热激

24、3 h后的叶片中提取总RNA，经过反转录合成cDNA第一链，以该cDNA为模板，根据其他植物HsfA1基因的保守序列设计兼并引物进行PCR扩增，得到目的基因的中间片段（312 bp），利用RACE方法获得该基因的3序列（1 451 bp）和5序列（520 bp），利用DNAMAN5.0进行序列拼接得到其全长2 128 bp，其中编码区序列长为1 587 bp，编码528个氨基酸（图1）。 1404 园 艺 学 报 41卷 图1 百合LlHsfA1不同引物扩增片段的琼脂糖电泳检测 M：DL2000 marker；A：兼并引物PCR产物片段；B：3RACE产物；C：5RACE产物；D：编码序列产物

25、。 Fig. 1 Detection by agarose gel electrophoresis of LlHsfA1 amplified from lily with different primers M：DL2000 marker；A：Degenerated primers PCR product；B：3RACE product；C：5RACE product；D：Coding sequence product. 2.2 百合LlHsfA1蛋白序列与进化树分析 用InterPro和NCBI的Conserved Domains工具对其蛋白进行分析表明，它属于典型的Heat shock f

26、actor (HSF)-type家族，具有螺旋转角螺旋为特征的DNA-binding domain（DBD）。将LlHsfA1的蛋白序列与拟南芥、水稻等植物的蛋白序列进行多重比对（图2）表明，LlHsfA1具有A1类Hsf 5 图2 百合LlHsfA1与其他植物HsfA1氨基酸序列同源性分析 AtHsfA1a：拟南芥AT4G17750；AtHsfA1b：拟南芥AT5G16820；OsHsfA1a：水稻NP_001051938； SlHsfA1a：番茄XP_004242136；LlHsfA1：百合KF870404。 Fig. 2 Alignment of the predicted amino

27、acid sequences of LlHsfA1 and HsfA1s of other plants AtHsfA1a：Arabidopsis thaliana AT4G17750；AtHsfA1b：Arabidopsis thaliana AT5G16820； OsHsfA1a：Oryza sativa NP_001051938；SlHsfA1a：Solanum lycopersicum XP_004242136； LlHsfA1：Lilium longiforum KF870404. 7期 宫本贺等：麝香百合热激转录因子基因LlHsfA1的克隆与表达分析 1405 个典型的功能域和调控

28、基序，其中DNA结合域（DBD）高度保守，寡聚域（HR-A/B）次之，而核定位信号（NLS）、激活域（AHA）和核输出信号（NES）则存在一定的变异性，因此初步判断该基因为HsfA1家族中的新成员。利用ProtParam在线工具预测LlHsfA1蛋白的分子量为59.056 kD，等电点为4.89。 将百合LlHsfA1和其他植物的同源基因氨基酸序列，用MEGA5.0软件构建系统进化树，结果（图3）表明，百合HsfA1与水稻、高粱和大麦的同源基因属于同一进化分支，DNAMAN软件分析表明它们之间同源性分别为45.92%、43.23%和38.76%，这与Blast结果相吻合。因此，判断所克隆得到的

29、基因为HsfA1家族的新成员，将其命名为LlHsfA1（登录号：KF870404）。 图3 百合LlHsfA1蛋白与其它植物HsfA1的进化树 Fig. 3 Phylogenetic tree of LlHsfA1 and other plants HsfA1s 2.3 百合LlHsfA1的表达模式分析 分别利用常温条件下和热激处理1 12 h条件下的百合组培苗，研究了LlHsfA1在不同器官中和同一热激条件下的表达量。 如图4所示，常温（22 ）条件下百合根、鳞茎和叶片中LlHsfA1均有表达，其中叶片中的表达量最高，根中次之，鳞茎中最少。据报道（易瑾 等，2012）百合另一个A1类成员Ll

30、HSF1在根中的表达量最少，在叶片中最高。LlHsfA1在叶片中的表达量约为根中的3.1倍，约为鳞茎中的4.4倍。 用42 进行热激处理后（图5），百合叶片中LlHsfA1的相对表达量总体上呈现出“上升下降”交替的趋势，但始终高于对照。其中热激处理1 2 h内表达量持续升高，2 h时达到高峰，约为对照的4.3倍；热激2 6 h阶段表达量下降，随后上升，9 h时出现第2个高峰，约为对照的3.3倍，随后又下降。这与LlHSF1在热激1 12 h内的表达模式完全不同，LlHSF1表现出持续增加的趋势（易瑾 等，2012），这说明两个基因在热信号转导途径中的作用和调控模式可能存在差异。 1406 园

31、艺 学 报 41卷 图6 重组表达载体的双酶切检测 M：DL2000 plus marker；A：重组质粒的双酶切检测。 Fig. 6 Detection of recombinant expression plasmid by double enzyme digestion M：DL2000 plus marker；A：Detection of recombinant plasmid by restriction digestion. 2.4 百合LlHsfA1的亚细胞定位 将构建的重组质粒pCAMBIA1300- LlHsfA1-GFP进行双酶切检测（图6），所得条带符合LlHsfA1编码

32、区序列大小，表明载体构建成功，可用于亚细胞定位试验。 利用基因枪法对洋葱表皮进行轰击，24 h后用共聚焦显微镜观察LlHsfA1-GFP融合蛋白的瞬时表达情况。如图7所示，在洋葱表皮细胞的细胞核和细胞质中均检测到GFP荧光信号，说明LlHsfA1定位在细胞核和细胞质中。 图7 LlHsfA1蛋白的亚细胞定位 Fig. 7 Subcellular localization of LlHsfA1 protein 3 讨论 植物的热激转录因子是一个庞大且复杂的家族，每一个Hsf都有其自身的功能，但在整个热信图4 LlHsfA1在不同组织中的表达量 Fig. 4 LlHsfA1 expression

33、level in various tissues 图5 百合叶片不同热激时间LlHsfA1的表达量 Fig. 5 LlHsfA1 expression level in leaves at different time at 42 7期 宫本贺等：麝香百合热激转录因子基因LlHsfA1的克隆与表达分析 1407 号转导网络中又相互配合、相互影响（Scharf et al.，2012）。已证明，番茄和拟南芥的HsfA1在热信号转导途径中起主要的调控作用，它可以诱导下游众多基因的表达，使植株产生耐热性（Mishra et al.，2002；Liu et al.，2011；Yoshida et al

34、.，2011）。拟南芥的HsfA1含有4个成员，分别是HsfA1a、HsfA1b、HsfA1d和HsfA1e，这4个成员诱导靶基因表达的前提是必须形成同源或异源的三聚体，才能结合在靶基因启动子的热激元件（Heat shock element，HSE）上（Li et al.，2010；Yoshida et al.，2011）。在持续热激或重复热激阶段，HsfA1与HsfA2可通过寡聚化形成超级激活复合体，从而增强热激基因的表达（Scharf et al.，1998；Chan-Schaminet et al.，2009；Li et al.，2010）。百合的基因组庞大，其体内存在的Hsfs预计有数

35、十个。目前已经克隆得到百合的LlHsfA2和A1类Hsfs的一个成员LlHSF1（Xin et al.，2010；易瑾 等，2012），它们均为A类Hsf但分属于两个亚家族。本试验中所克隆的LlHsfA1基因，经过多重序列比对分析表明具有A1类Hsf的5个完整的功能域，而且与LlHSF1的核酸序列通过DNAMAN分析表明，二者只有23.67%的同源性，说明LlHsfA1是一个与LlHSF1不同的HsfA1家族新成员。但目前得到的百合的这两个HsfA1家族成员LlHsfA1和LlHSF1，能否像拟南芥HsfA1类成员间彼此可以形成同源或异源的三聚体，以及HsfA1与HsfA2间能否形成超级激活复

36、合体，还需要进一步验证。 对常温下不同器官中LlHsfA1的表达分析表明，该基因为组成型表达与LlHSF1一致（易瑾 等，2012），符合HsfA1家族的特征，而LlHsfA2则为诱导表达（Xin et al.，2010）。LlHsfA1在百合不同器官中均可以检测到其表达，但表达量不同，说明LlHsfA1在百合的这3种器官中均存在，但表达量具有组织特异性，这一点与LlHSF1（易瑾 等，2012）也是一致的；不同的是LlHsfA1在鳞茎中表达量最少，而LlHSF1在根中最少。在连续热激处理1 12 h后，LlHsfA1的表达量被热激处理显著上调，推测其在百合的热激胁迫过程中发挥重要的作用。但该

37、基因的表达量表现出“上升下降”交替的变化趋势，与LlHSF1在相同热激条件下表现出持续增加的表达模式（易瑾 等，2012）不同。分析其可能的原因是，在热激初始LlHsfA1的表达上调激活下游与热激相关蛋白的表达，随着热激时间延长，这些蛋白的表达达到一定丰度后可能对LlHsfA1具有反馈抑制作用，但随着热激胁迫程度的进一步加深，这些被激活表达的蛋白又不断消耗，它们对LlHsfA1的反馈抑制作用随之减小，所以LlHsfA1的表达量又得以回升，而且不同的HsfA1成员在热激胁迫过程中所起的作用可能存在差异，从而导致其表达模式不同。前人报道了玉米等植物的HsfA1类不同成员的表达模式也存在差异（Lin

38、 et al.，2011；Giorno et al.，2012），可见这可能是植物HsfA1类成员普遍的特征。 与拟南芥的AtHsfA1b和AtHsfA1e（Yoshida et al.，2011）相似，百合LlHsfA1也定位在细胞核和细胞质中，这得益于LlHsfA1功能域中同时有核定位信号（NLS）和核输出信号（NES）的存在，使得其可以穿梭于细胞核和细胞质中。热激转录因子的分布与其功能的发挥密切相关，作为转录因子，细胞核中的HsfA1可以与其他因子相互配合共同激活靶基因的表达，而细胞质中存在的HsfA1可能处于钝化或活性较低的状态，不具备转录的功能或具有其他功能。 References

39、Al-Whaibi M H. 2011. Plant heat-shock proteins：A mini review. Journal of King Saud University-Science，23 (2)：139150. Baniwal S K，Bharti K，Chan K Y，Fauth M，Ganguli A，Kotak S，Mishra S K，Nover L，Port M，Scharf K D，Tripp J，Weber C，Zielinski D，von Koskull-Dring P. 2004. Heat stress response in plants：A co

40、mplex game with chaperones and more than twenty heat stress transcription factors. J Biosci，29 (4)：471487. Busch W，Wunderlich M，Schoffl F. 2005. Identification of novel heat shock factor-dependent genes and biochemical pathways in Arabidopsis thaliana. Plant J，41 (1)：114. Chan-Schaminet K Y，Baniwal

41、S K，Bublak D，Nover L，Scharf K D. 2009. Specific interaction between tomato HsfA1 and HsfA2 creates 1408 园 艺 学 报 41卷 hetero-oligomeric superactivator complexes for synergistic activation of heat stress gene expression. J Biol Chem，284 (31)：20848 20857. Giorno F，Guerriero G，Baric S，Mariani C. 2012. He

42、at shock transcriptional factors in Malus domestica：Identification，classification and expression analysis. BMC Genomics，13：639. Li Ming，Doll J，Weckermann K，Oecking C，Berendzen K W，Schoeffl F. 2010. Detection of in vivo interactions between Arabidopsis class A-HSFs，using a novel BiFC fragment，and ide

43、ntification of novel class B-HSF interacting proteins. Eur J Cell Biol，89 (23)：126132. Lin Yong-xiang，Jiang Hai-yang，Chu Zhang-xin，Tang Xiu-li，Zhu Su-wen，Cheng Bei-jiu. 2011. Genome-wide identification，classification and analysis of heat shock transcription factor family in maize. BMC Genomics，12：76. Liu Hsiang-chin，Liao Hsiu-ting，Charng Yee-yung. 2011. The role of class A1 heat shock factors（HSFA1s）in response to heat and other stresses in Arabidopsis. Plant Cell Environ，34 (5)：738751. Mishra S K，Tripp J，Winkelhaus S，T